2024, Vol. 19
目前多微生物的混合感染大多对抗菌药物耐药，且常为重症感染，产生不良后果的风险明显增高，给临床治疗带来困难。2009—2020年全国范围内的社区获得性肺炎流行病学监测结果显示，成年及老年人的重症社区获得性肺炎中细菌-细菌共感染的比例明显高于非重症组，其中常见的是肺炎克雷伯菌-铜绿假单胞菌、金黄色葡萄球菌-铜绿假单胞菌、肺炎克雷伯菌-肺炎链球菌，而肺炎克雷伯菌-铜绿假单胞菌的混合感染在老年人中占比最高，病情更重，须入住重症监护病房(intensive care unit, ICU)的概率更高，具有更高的死亡率[1]。混合感染的发生与微生物的共定植有关，定植模式以细菌-细菌最为常见，其次为细菌-真菌的混合，定植微生物之间的相互作用会进一步影响共感染的发展和持续[2]。而全国细菌耐药监测网公布的2018—2021年数据显示，耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(methicillin resistant Staphylococcus Aureus, MRSA)、耐碳青霉烯类肺炎克雷伯菌(carbapenem resistant Klebsiella pneumoniae, CRKP)、耐碳青霉烯类大肠埃希菌(carbapenem resistant Escherichia coli, CREC)的检出率呈上升趋势，所以耐药菌的共定植也就成为近年来学者关注的重要课题。本文就耐药菌共定植的检出情况、发生的危险因素、产生的危害以及共定植的潜在机制做一概述。
1 耐药菌共定植的现状分析 1.1 耐药菌共定植的检出率及危险因素人类经常被多态性微生物定植，即为共定植，但随着耐药菌的增加，耐药菌共定植的检出率也有所提高，Htun等[3]研究了医疗机构中患者MRSA、耐万古霉素肠球菌(vancomycin-resistant Enterococcus, VRE)和产碳青霉烯酶肠杆菌(carbapenemase-producing Enterobacterales, CPE)共定植的情况，并分析了他们在不同类型医疗机构(包括医院、中期护理机构和长期护理机构)的危险因素，结果显示耐药菌共定植率为3.2%，其中在中期护理机构中患者的患病率最高，长期护理机构中共定植的比例最低；MRSA-VRE是最常见的共定植类型，明显高于CPE-MRSA/VRE。紧急手术是医院患者共定植的危险因素，较长时间的抗生素治疗则增加了中长期护理机构患者共定植的概率，开放性伤口、住院时间>14天和先前有多药耐药细菌的携带在上述所有种类医疗机构都是共定植发生的危险因素，且当后两者危险因素并存时优势比(odds ratio, OR)进一步升高，提示存在明显的协同作用。一项荟萃分析研究显示，MRSA和VRE的共检出率为7%，且男性患者、患有糖尿病、慢性阻塞性肺病(chronic obstructive pulmonary disease，COPD)和使用侵入性留置装置是MRSA和VRE共定植的危险因素[4]。除此之外，查尔森共病指数 < 3以及前30天使用抗生素也是VRE和MRSA共定植的独立危险因素[5-6]。
在重症监护病房中革兰氏阴性(gram-negative, G-)菌的共定植似乎更为常见，Mammina等[7]调查2家大型综合医院的ICU，19.2%的患者检出耐碳青霉烯的鲍曼不动杆菌(carbapenem resistant Acinetobacter baumannii, CRAB)或/和产碳青霉烯酶的肺炎克雷伯菌(Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing K. pneumoniae, KPC-Kp)的定植，其中共定植占所有定植的40%，通常是CRAB早于或和KPC-Kp同时定植，重大创伤且住院时间长的年轻病人更容易出现共定植。也有研究显示，过去12个月内有国际旅行史和过去3个月内抗生素暴露与多种产超广谱β-内酰胺酶肠杆菌(extended-spectrum beta-lactamase producing Enterobacterales, ESBL-PE)菌种共定植独立相关[8]。
除上述耐药的双革兰氏阳性(Gram-positive，G+)菌(即G+-G+菌)和双革兰氏阴性菌(即G--G-菌)的共定植类型外，也可见耐药的G--G+细菌以及细菌-真菌、真菌-真菌的共定植模式，后3种共定植模式在肺囊性纤维化和肿瘤的病人中较为常见。Capaldo等[9]调查了法国的一个肺囊性纤维化治疗中心，结果显示嗜麦芽窄食单胞菌(Stenotrophomonas maltophilia, S. maltophilia)在慢性定植过程中可获得对复方新诺明以及β-内酰胺类药物的耐药性，且和MRSA及黏液型铜绿假单胞菌的共定植比例在10%以上。而在接受化疗的恶性肿瘤患儿的口腔、鼻腔中，MRSA与念珠菌的共定植率为5.9%[10]。另外一项针对血液系统恶性肿瘤病人口腔念珠菌定植模式的研究发现，白色念珠菌(Candida albicans, C.albicans)和光滑念珠菌(Candida glabrata, C.glabrata)的共定植占所有定植种类的10%，白色念珠菌对氟康唑的耐药性为5%，光滑念珠菌对氟康唑表现出11%的耐药性[11]。以上研究结果具体如表 1所示。
| 共定植菌种类 | 检出率(%) | 危险因素 | 预后 | 参考文献 |
| MRSA-VRE | 1.3 (195/14 489) | 男性、肠内营养管、代谢性疾病、charlson合并症指数 < 3 | 导致MRSA感染的死亡率增加 | [5] |
| MRSA-VRE | 7.5 (38/508) | 开放性伤口、侵入性设备的应用、糖尿病、前30天抗生素使用 | — | [6] |
| MRSA-VRE CPE-MRSA/VRE |
3 (162/5456) 0.1 ~0.3 |
男性、既往抗生素治疗、开放性伤口、住院时间>14天、先前携带多药耐药菌 | — | [3] |
| MRSA-VRE | 7 (估计范围1.2~19.8) | 男性、侵入性设备的应用、糖尿病、COPD | — | [4] |
| S.Maltophilia-MRSA S.Maltophilia-黏液型PA |
11.9 (23/194) 17.5 (34/194) |
— | — | [9] |
| KPC-Kp-CRAB | 7.6 (30/391) | 年轻、重大创伤、住院时间长 | 对死亡率没有影响 | [7] |
| ESBL-PE E.col-KPC |
4.3 (67/1 559) 3.0 (46/1 559) |
过去12个月内国际旅行、过去3个月的抗生素暴露 | 对死亡率和住院时间没有影响 | [8] |
| C.albicans-MRSA | 5.9 (10/170*) | — | — | [10] |
| C.albicans-C. glabrata | 10 (10/100**) | — | — | [11] |
| 注：*代表接受化疗的恶性肿瘤患者；* *代表研究中是经真菌培养证实为念珠菌阳性的血液系统恶性肿瘤的患者；COPD：chronic obstructive pulmonary disease (慢性阻塞性肺病); E.coli: Escherichia coli(大肠杆菌)；—：代表未做此方面的研究；文献[4]为荟萃分析。 | ||||
尽管有研究显示耐药菌共定植对患者住院时间及死亡率没有影响，但这2组研究中共定植的病例数量少，较大样本的观察显示MRSA-VRE共定植的病人发生MRSA感染后的死亡率明显升高[5]。此外，Marchaim等[12]在针对耐碳青霉烯肠杆菌(carbapenem resistant Enterobacteriaceae, CRE)和CRAB和/或耐碳青霉烯铜绿假单胞菌(carbapenem resistant Pseudomonas aeruginosa, CRPA)共同定植的研究中发现，与非共定植患者相比，共定植患者检出的CRE对碳青霉烯类药物的最低抑菌浓度(minimum inhibitory concentration, MIC)升高更明显，且耐药菌共定植的90天死亡率更高，原因可能与后续共感染以及致病性、耐药性的增强有关。
1.2.1 共定植与共感染具有相关性目前研究显示，共定植与共感染具有相关性，机体的免疫功能状态在这一发展阶段起着至关重要的作用，例如正常的免疫功能具有抑制呼吸道病原体在口腔定植并维持口腔微生态平衡的作用，但在衰老、口腔腺体发育不全、肿瘤或药物治疗等因素的影响下，呼吸道病原体如白色念珠菌、金黄色葡萄球菌等则易于过度生长实现共定植，从而导致微生态失衡，这不仅与呼吸系统疾病的发生、发展密切相关[13]，而且当宿主免疫功能进一步下降时首先发生白色念珠菌病，然后白色念珠菌又能介导金黄色葡萄球菌入侵造成血流感染。由此可见，免疫功能低下的患者容易并发白色念珠菌和金黄色葡萄球菌的混合感染[14]，而共感染又是导致脏器功能恶化的独立危险因素[15]，并且增加死亡风险[1]，因而危害更大。此外，CRE定植的患者后续发生CRE感染的风险是其他患者的2倍[16]，可见存在耐药菌共定植的患者更容易发生多药耐药菌的共感染。
1.2.2 共定植菌可通过相互作用增强其致病性及耐药性目前研究显示，有些共定植菌之间的相互作用，可促使其毒力因子或应激反应基因的表达增加以及代谢改变，从而增强其致病性。此外，耐药菌对抗生素的抵抗一方面可使疾病加重或迁延，另一方面由于抗菌药物抑菌能力的下降，又促进其长期定植。
有研究者从恶性肿瘤病人口腔内分离出定植的念珠菌和MRSA，对其特定的毒力因子基因表达水平检测的结果显示，与单一定植相比，MRSA耐药基因mecA和念珠菌的凝集素样序列3粘附素基因(agglutinin-like sequence 3 adhesin, Als3p)在共定植情况下的表达分别增加了6倍和2倍[10]，且动物实验显示两者具有协同作用，增强了对皮肤脓肿和腹膜炎模型的致病性，这与激活溶血素、凝固酶、细胞间黏附蛋白等金葡菌毒力基因有关[17]。Semenec等[18]对鲍曼不动杆菌和肺炎克雷伯菌的菌株进行体外共培养，观察到其细菌应激反应基因的表达增加，毒力因子的表达无明显变化；但在体内共感染时毒力明显增强，可能与这2种细菌应激反应基因的表达增强有关。此外，共定植的斯氏普罗威登斯菌和粪肠球菌会显著增强奇异变形杆菌的致病能力和导尿管相关尿路感染的严重程度[19]，这可能与奇异变形杆菌的H2代谢发生改变有关[20]。
鉴于上述研究，临床医生在给予抗感染治疗时，应考虑同时覆盖可能共定植的病原体，还要考虑其可能存在的耐药性；此外，在耐药菌感染的控制措施方面除实施患者单间隔离、接触预防措施以外，还要对存在上述共定植风险因素的患者进行有针对性的微生物筛查。
2 耐药菌共定植的潜在机制研究认为，细菌在共定植过程中可通过降低细菌清除率或增加传播率或者两者共同作用，以达到持久的生存，这是一种自适应的表现[21]，这种可变的适应性也体现在同一细菌不同菌株的共定植过程中[22]。总之，共定植菌包括细菌-细菌、细菌-真菌，它们之间的相互影响是非常复杂的，不同阶段影响的方式不同，且不同菌种之间的作用也不相同。尽管如此，分析耐药菌的共定植存在2种情况：①耐药菌的直接共定植，由于微生物在机体共定植比较普遍，而近些年随着耐药菌的增多，耐药菌共定植也会随之增加；② 2种非耐药菌种或非耐药与耐药菌之间通过相互作用得以长期定植，并在此基础上获得耐药性。研究发现：肺炎克雷伯菌和鲍曼不动杆菌共存时，与培养出单一细菌组相比，两者的耐药性均显著增强，且为多药耐药的概率显著增加[23]。韩国的一项在重症监护病房的调查研究显示，与多药耐药的鲍曼不动杆菌以及产超广谱β内酰胺酶的细菌共定植是肠杆菌获得耐碳青霉烯能力的危险因素[24]；此外，万古霉素耐药性决定簇vanA能够从肠球菌转移到金黄色葡萄球菌[25]，这种水平转移使得共定植的MRSA转变为耐万古霉素金黄色葡萄球菌(vancomycin resistant Staphylococcus Aureus, VRSA)的风险明显增加。因此，有理由认为细菌长期共定植是导致耐药菌共定植的基础。
2.1 细菌长期共定植的机制 2.1.1 细菌之间的交叉喂养Semenec等[18]应用从同一病人肺内分离出的鲍曼不动杆菌和肺炎克雷伯菌的菌株进行共培养，发现两者生长过程中利用的碳源有所不同，且肺炎克雷伯菌代谢产物(如乙醇或乳酸)可被鲍曼不动杆菌所利用。因此，细菌之间的交叉喂养，有利于共定植。
2.1.2 环境状态的改变一项临床研究显示，奈瑟菌阳性的患者发生多药耐药鲍曼不动杆菌(multidrug resistant Acinetobacter Baumannii, MDRAB)的长期定植率明显高于奈瑟菌阴性的患者，提示奈瑟菌的定植有利于MDRAB在呼吸道的长期定植，分析原因可能是奈瑟菌的定植可使铁转运的调节能力受损，导致铁的积累，从而有利于鲍曼不动杆菌生物被膜的形成[26]。以上研究提示环境状态的改变有利于另一种细菌的定植，是细菌长期共定植的机制之一。
2.1.3 定植菌之间的抑制作用铜绿假单胞菌和金黄色葡萄球菌共培养时2种细菌的蛋白质合成均增加，且铜绿假单胞菌能驱动金黄色葡萄球菌将葡萄糖发酵成乳酸，而铜绿假单胞菌在2种碳源(葡萄糖和乳酸)都存在时，优先使用乳酸作为能量来源；但抗葡萄球菌产物(如LasA蛋白酶、N-氧化物、绿脓菌素)并没有增加，提示早期是资源竞争的关系，而不是直接抑制或攻击的关系[27]。但后期也存在直接的抑制作用，因为铜绿假单胞菌分泌的绿脓菌素对金葡菌有杀伤作用，金葡菌可通过NorA外排泵的过表达而降低其对绿脓菌素的易感性；尽管如此，当两者共培养时铜绿假单胞菌绿脓菌素的分泌量和金葡菌NorA外排泵的表达水平均较单独培养时明显降低，这是两者在持续共定植情况下出现的部分适应性表现，有利于细菌继续生存[28]。Dittmer等[29]应用共聚焦显微镜观察多物种生物膜中各种细菌所占的比例，显示铜绿假单胞菌比金黄色葡萄球菌占优势，铜绿假单胞菌和大肠杆菌共培养时这种优势更为突出，2种物种相互回避，分布不均匀，处于不同的生态位，这有利于两者的共存。综上所述，定植菌之间的抑制作用，有利于长期共定植，也是自适应的一种表现。
2.2 定植菌耐药性增强机制机体起初可能为非耐药菌共定植，但可通过以下方式使耐药性增强，成为耐药菌，很难被抗菌药物清除，易于长期定植，从而导致临床耐药菌共定植的检出率明显增加。而在共定植过程中耐药性增强的机制分析如下。
2.2.1 耐药性的传播目前认为耐药性的传播通常有2种途径，其一是患者之间的传播，另外一条重要途径就是水平基因转移(horizontal gene transfer, HGT)，就耐碳青霉烯肠杆菌而言，当对药物敏感的肠杆菌从耐药的克隆菌株或其他菌种获得具有编码碳青霉烯水解酶的基因后就可产生碳青霉烯酶，成为CPE，从而对碳青霉烯类耐药，这种水平基因转移同样可见于耐甲氧西林和耐万古霉素的阳性球菌之间，可由质粒、转座子和整合素等各种遗传元件介导。Levi等[30]通过聚合酶链反应(polymerase chain reaction, PCR)、亚培养以及基因测序方法证实了同一患者存在不同的CPE菌株和产生不同碳青霉烯酶的细菌共定植，分析原因也是通过上述2种途径实现的。
2.2.2 多微生物被膜的保护作用耐药菌的产生也和细菌生物被膜的形成有关，细菌共定植过程中可形成稳定的多微生物被膜，有报道指出金黄色葡萄球菌和肺炎克雷伯菌共培养时，从双物种生物膜分离的细胞团中的金黄色葡萄球菌对万古霉素、氨苄西林和头孢他啶变得不敏感[31]。另有研究显示，铜绿假单胞菌和白色念珠菌双物种生物膜中的铜绿假单胞菌对美洛培南的耐受性增强，而这一现象是双生物膜所特有的，这种双生物膜的保护作用是通过真菌主动分泌甘露聚糖和β -葡聚糖到被膜基质中实现的[32]。此外，大肠杆菌O45和伤寒杆菌双种生物膜可促进微生物量的生长并使其对氯消毒剂的耐受性提高[33]。可见，与单物种生物被膜相比，多微生物被膜下的细菌更能耐受抗菌药物和消毒剂的杀菌作用。
2.2.3 细菌之间的相互作用对耐药基因表达的促进作用共定植微生物之间的作用也可表现为促进耐药基因的过表达，如白色念珠菌能促进金黄色葡萄球菌耐药基因mecA、glmU、murC、murD的过表达，金黄色葡萄球菌能促使白色念珠菌的麦角甾醇生物合成基因和耐药性转运蛋白基因显著上调，从而使两者的耐药性均明显增强[10, 17]。鲍曼不动杆菌和肺炎克雷伯菌之间的相互作用也包括耐药基因表达水平的上调[18]。
3 结论在医疗机构中耐药菌共定植的增加进一步加剧了耐药菌对人类生命健康的威胁，细菌或真菌的共定植使其耐药性增强、感染概率明显提高，甚至会增强致病性，这一点须特别关注，因此需要更严格、更优化的感染控制干预措施或开发新技术，以防止耐药菌共定植的流行。另外，目前共定植菌相互影响的研究多为体外实验，体外分泌的物质能否都在体内分泌是不确定的，所以后续还须进行大量的体内研究以进一步明确微生物之间的相互作用。尽管如此，Sass等[34]在研究多种微生物定植的过程中发现，含有绿脓菌素和绿脓杆菌素的上清液能协同伏立康唑的抗烟曲霉菌作用；N乙酰半胱氨酸能清除肺炎链球菌和金黄色葡萄球菌的混合生物膜[35]。上述研究为抗菌药物的开发以及如何增强抗菌药物的疗效提供了新的视角，值得后续进一步研究。
| [1] |
Liu YN, Zhang YF, Xu Q, Qiu Y, Lu QB, Wang T, Zhang XA, Lin SH, Lv CL, Jiang BG, Li H, Li ZJ, Gao GF, Yang WZ, Hay SI, Wang LP, Fang LQ, Liu W. Infection and co-infection patterns of community-acquired pneumonia in patients of different ages in China from 2009 to 2020: a national surveillance study[J]. Lancet Microbe, 2023, 4(5): e330-e339.
[DOI]
|
| [2] |
Tay WH, Chong KK, Kline KA. Polymicrobial-host interactions during infection[J]. J Mol Biol, 2016, 428(17): 3355-3371.
[DOI]
|
| [3] |
Htun HL, Hon PY, Tan R, Ang B, Chou A. Synergistic effects of length of stay and prior MDRO carriage on the colonization and co-colonization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus, vancomycin-resistant Enterococcus, and carbapenemase-producing Enterobacterales across healthcare setting[J]. Infect Control Hosp Epidemiol, 2023, 44(1): 31-39.
[DOI]
|
| [4] |
Wang Y, Oppong TB, Liang X, Duan G, Yang H. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus and vancomycin-resistant Enterococci co-colonization in patients: a meta-analysis[J]. Am J Infect Control, 2020, 48(8): 925-932.
[DOI]
|
| [5] |
Yoon YK, Lee MJ, Ju Y, Lee SE, Yang KS, Sohn JW, Kim MJ. Determining the clinical significance of co-colonization of vancomycin-resistant enterococci and methicillin-resistant Staphylococcus aureus in the intestinal tracts of patients in intensive care units: a case-control study[J]. Ann Clin Microbiol Antimicrob, 2019, 18(1): 28.
[DOI]
|
| [6] |
Heinze K, Kabeto M, Martin ET, Cassone M, Hicks L, Mody L. Predictors of methicillin-resistant Staphylococcus aureus and vancomycin-resistant enterococci co-colonization among nursing facility patients[J]. Am J Infect Control, 2019, 47(4): 415-420.
[DOI]
|
| [7] |
Mammina C, Bonura C, Vivoli AR, Di Bernardo F, Sodano C, Saporito MA, Verde MS, Saporito L, Cracchiolo AN, Fabbri PG, Tetamo R, Palma DM. Co-colonization with carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae and Acinetobacter baumannii in intensive care unit patients[J]. Scand J Infect Dis, 2013, 45(8): 629-634.
[DOI]
|
| [8] |
Vock I, Aguilar-Bultet L, Egli A, Tamma PD, Tschudin-Sutter S. Risk factors for colonization with multiple species of extended-spectrum beta-lactamase producing Enterobacterales: a case-case-control study[J]. Antimicrob Resist Infect Control, 2021, 10(1): 153.
[DOI]
|
| [9] |
Capaldo C, Beauruelle C, Saliou P, Rault G, Ramel S, Héry-Arnaud G. Investigation of Stenotrophomonas maltophilia epidemiology in a French cystic fibrosis center[J]. Respir Med Res, 2020, 78: 100757.
[DOI]
|
| [10] |
Baharvand R, Fallah F, Jafari P, Azimi L. Co-colonization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus and Candida spp. in children with malignancies[J]. AMB Express, 2014, 14(1): 22.
[DOI]
|
| [11] |
Talebshoushtari Zadeh M, Lotfali E, Fattahi M, Abolgasemi S. Oral Candida colonization and anti-fungal susceptibility pattern in patients with hematological malignancy[J]. Curr Med Mycol, 2022, 8(3): 18-22.
[DOI]
|
| [12] |
Marchaim D, Perez F, Lee J, Bheemreddy S, Hujer AM, Rudin S, Hayakawa K, Lephart PR, Blunden C, Shango M, Campbell ML, Varkey J, Manickam P, Patel D, Pogue JM, Chopra T, Martin ET, Dhar S, Bonomo RA, Kaye KS. "Swimming in resistance": Co-colonization with carbapenem-resistant Enterobacteriaceae and Acinetobacter baumannii or Pseudomonas aeruginosa[J]. Am J Infect Control, 2012, 40(9): 830-835.
[DOI]
|
| [13] |
Dong J, Li W, Wang Q, Chen J, Zu Y, Zhou X, Guo Q. Relationships between oral microecosystem and respiratory diseases[J]. Front Mol Biosci, 2022, 8: 718222.
[DOI]
|
| [14] |
Pasman R, Krom BP, Zaat SAJ, Brul S. The role of the oral immune system in oropharyngeal candidiasis-facilitated invasion and dissemination of Staphylococcus aureus[J]. Front Oral Health, 2022, 3: 851786.
[DOI]
|
| [15] |
Junge S, Görlich D, den Reijer M, Wiedemann B, Tümmler B, Ellemunter H, Dübbers A, Küster P, Ballmann M, Koerner-Rettberg C, Große-Onnebrink J, Heuer E, Sextro W, Mainz JG, Hammermann J, Riethmüller J, Graepler-Mainka U, Staab D, Wollschläger B, Szczepanski R, Schuster A, Tegtmeyer FK, Sutharsan S, Wald A, Nofer JR, van Wamel W, Becker K, Peters G, Kahl BC. Factors associated with worse lung function in cystic fibrosis patients with persistent Staphylococcus aureus[J]. PLoS One, 2016, 11(11): e0166220.
[DOI]
|
| [16] |
Dickstein Y, Edelman R, Dror T, Hussein K, Bar-Lavie Y, Paul M. Carbapenem-resistant Enterobacteriaceae colonization and infection in critically ill patients: a retrospective matched cohort comparison with noncarriers[J]. J Hosp Infect, 2016, 94(1): 54-59.
[DOI]
|
| [17] |
Hu Y, Niu Y, Ye X, Zhu C, Tong T, Zhou Y, Zhou X, Cheng L, Ren B. Staphylococcus aureus synergized with Candida albicans to increase the pathogenesis and drug resistance in cutaneous abscess and peritonitis murine models[J]. Pathogens, 2021, 10(8): 1036.
[DOI]
|
| [18] |
Semenec L, Cain AK, Dawson CJ, Liu Q, Dinh H, Lott H, Penesyan A, Maharjan R, Short FL, Hassan KA, Paulsen IT. Cross-protection and cross-feeding between Klebsiella pneumoniae and Acinetobacter baumannii promotes their co-existence[J]. Nat Commun, 2023, 14(1): 702.
[DOI]
|
| [19] |
Armbruster CE, Smith SN, Johnson AO, DeOrnellas V, Eaton KA, Yep A, Mody L, Wu W, Mobley HLT. The pathogenic potential of Proteus mirabilis is enhanced by other uropathogens during polymicrobial urinary tract infection[J]. Infect Immun, 2017, 85(2): e00808-16.
[DOI]
|
| [20] |
Brauer AL, Learman BS, Armbruster CE. Differential contribution of hydrogen metabolism to Proteus mirabilis fitness during single-species and polymicrobial catheterized urinary tract infection[J]. Pathogens, 2023, 12(12): 1377.
[DOI]
|
| [21] |
Gaivão M, Dionisio F, Gjini E. Transmission fitness in co-colonization and the persistence of bacterial pathogens[J]. Bull Math Biol, 2017, 79(9): 2068-2087.
[DOI]
|
| [22] |
Dekaj E, Gjini E. Pneumococcus and the stress-gradient hypothesis: a trade-off links R(0) and susceptibility to co-colonization across countries[J]. Theor Popul Biol, 2024, 156: 77-92.
[DOI]
|
| [23] |
Tao H, Liu L, Chen X, Peng L. Coexistence of Klebsiella pneumoniae and Acinetobacter baumannii contributes to antibiotic resistance[J]. Int J Antimicrob Agents, 2023, 62(5): 106993.
[DOI]
|
| [24] |
Kang JS, Yi J, Ko MK, Lee SO, Lee JE, Kim KH. Prevalence and risk factors of carbapenem-resistant enterobacteriaceae acquisition in an emergency intensive care unit in a tertiary hospital in Korea: a case-control study[J]. J Korean Med Sci, 2019, 34(18): e140.
[DOI]
|
| [25] |
Zhu W, Clark N, Patel JB. pSK41-like plasmid is necessary for Inc18-like vanA plasmid transfer from Enterococcus faecalis to Staphylococcus aureus in vitro[J]. Antimicrob Agents Chemother, 2013, 57(1): 212-219.
[DOI]
|
| [26] |
Kitazawa T, Seo K, Yoshino Y, Koga I, Ota Y. Co-colonization with Neisseria species is a risk factor for prolonged colonization with multidrug-resistant acinetobacter baumannii in the respiratory tract[J]. Jpn J Infect Dis, 2017, 70(2): 203-206.
[DOI]
|
| [27] |
Tognon M, Köhler T, Luscher A, van Delden C. Transcriptional profiling of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus during in vitro co-culture[J]. BMC Genomics, 2019, 20(1): 30.
[DOI]
|
| [28] |
Truong-Bolduc QC, Yonker LM, Wang Y, Lawton BG, Hooper DC. NorA efflux pump mediates Staphylococcus aureus response to Pseudomonas aeruginosa pyocyanin toxicity[J]. Antimicrob Agents Chemother, 2024, 68(2): e0100123.
[DOI]
|
| [29] |
Dittmer M, Brill FHH, Kampe A, Geffken M, Rembe JD, Moll R, Alio I, Streit WR, Debus ES, Smeets R, Stuermer EK. Quantitative insights and visualization of antimicrobial tolerance in mixed-species biofilms[J]. Biomedicines, 2023, 11(10): 2640.
[DOI]
|
| [30] |
Levi G, Lurie-Weinberger M, Keren-Paz A, Andremont AO, Schwartz D, Carmeli Y. Unraveling the diversity of co-colonization by CPE[J]. Microorganisms, 2022, 10(7): 1292.
[DOI]
|
| [31] |
Mironova AV, Karimova AV, Bogachev MI, Kayumov AR, Trizna EY. Alterations in antibiotic susceptibility of staphylococcus aureus and Klebsiella pneumoniae in dual species biofilms[J]. Int J Mol Sci, 2023, 24(10): 8475.
[DOI]
|
| [32] |
Alam F, Catlow D, Di Maio A, Blair JMA, Hall RA. Candida albicans enhances meropenem tolerance of Pseudomonas aeruginosa in a dual-species biofilm[J]. J Antimicrob Chemother, 2020, 75(4): 925-935.
[DOI]
|
| [33] |
Lin Z, Wang G, Li S, Zhou L, Yang H. Dual-species biofilms formed by escherichia coli and salmonella enhance chlorine tolerance[J]. Appl Environ Microbiol, 2022, 88(22): e0148222.
[DOI]
|
| [34] |
Sass G, Marsh JJ, Shrestha P, Sabino R, Stevens DA. Synergy between Pseudomonas aeruginosa filtrates and voriconazole gainst Aspergillus fumigatus biofilm is less for mucoid isolates from persons with Cystic Fibrosis[J]. Front Cell Infect Microbiol, 2022, 12: 817315.
[DOI]
|
| [35] |
Sempere J, Llamosí M, Román F, Lago D, González-Camacho F, Pérez-García C, Yuste J, Domenech M. Clearance of mixed biofilms of Streptococcus pneumoniae and methicillin-susceptible/resistant Staphylococcus aureus by antioxidants N-acetyl-L-cysteine and cysteamine[J]. Sci Rep, 2022, 12(1): 6668.
[DOI]
|